Depuis Fèvrier 2008 (Institut Pasteur & Mutabilis): Mise au point et Dévéloppement de modèles d'infections expérimentales

Il s’agit de définir de nouveaux modèles d’infections expérimentales (antibactérien, antifongique), pour les pathologies où il n’y a pas de référence pour l’évaluation des médicaments et pour les pathogènes émergents. Cela permettra d’accélérer le développement des molécules en cours d’études et de préciser les applications cliniques des traitements pour les infections nosocomiales en particulier. Le projet est découpé en 6 sous projets : nouveaux modèles infections bactériennes ; nouveaux modèles infections fongiques ; nouveaux modèles infections virales ; nouvelles technologies pour étude des modèles d’infections ; application à la découverte de médicaments ; réseau d’expertise. C’est un projet très ambitieux, fédérateur, se voulant résolument innovant dans un domaine qui en a besoin.
L’objectif final est de créer un centre de compétences unique en Europe en infectiologie

Mai 2005-Mars 2007  : Recherche et identification d’antigènes recombinants pour le diagnostic sérologique de la fièvre Q. Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) de Tours (France) en collaboration avec Laboratoire service internationale (LSI).

Un projet a été élaboré pour l’obtention et la caractérisation d’antigènes recombinants de C burnetii pouvant être utilisés dans un kit ELISA ou comme vaccin. Pour cela, une banque génomique d’expression a été construite, le criblage immunologique avec des sérums de brebis ayant avorté permettra de sélectionner des antigènes recombinants. Cette étude me permettrait de me familiariser avec des techniques de microbiologie (culture bactérienne, culture phagique…), de biologie moléculaire (construction de banqu e génomique, screening, séquençage, ….) et d’étude des protéines.

Septembre 2004 – décembre/2004. CDD: Détermination de la dose abortive de Coxiella burentii chez des brebis gestantes  CEVA santé animale.

Cette étude constitue une expérience préliminaire avant d’entamer des études de protection. Elle permet de déterminer la dose abortive à inoculer pour évaluer l’efficacité du vaccin. Cette étude a été l’occasion d’améliorer ma pratique dans le domaine de l’expérimentation animale, notamment dans les conditions de sécurité de type III.

1. Yousef Mohamad K, Rekiki A, Myers G, Bavoil PM, Rodolakis A.2008. Identification and characterisation of coding tandem repeat variants in IncA gene of Chlamydophila pecorum.Vet Res. 2008 Jul 25;39(6):56.
2. Rekiki A, Hammami S, Rodolakis A., 2006. Comparative evaluation of a new commercial ELISA-recombinant and the Complement Fixing Test for the diagnosis of Chlamydophila abortus infection in naturally infected flocks in Tunisia. Small Rum Res 68 : 58-63
3. Rekiki A, Bodier C, Berri M, Rodolakis A. 2006. Efficacy of vaccines against chlamydiosis and Q fever: bringing-in the murine model. Small Rumin Res. 62: 117-119
4. Rekiki A, Thabti F, Dlissi I, Russo P, Sanchis R, Pepin M, Rodolakis A, Hammami S., 2005. Enquête sérologique sur la brucellose, chlamydiose, la fièvre Q, la salmonellose, la toxoplasmose et la border disease. Rev Med Vet. 156: 395-401.
5. Bouakane A, Rekiki A, Rodolakis A., 2005. Live 1B vaccine protects pregnant mice against placental and splenic infection by three Chlamydophila abortus strains presenting antigenic variations in POMP. Vet Rec. 157 :771-774.
6. Rekiki A, Bouakane A, Rodolakis A., 2004. Combined vaccination of live 1B Chlamydophila abortus and Killed phase I Coxiella burnetii vaccine does not destroy protection against chlamydiosis in a mouse model. Can J Vet Res 68: 226-228.
7. Rekiki A, Bouakane A, Hammami S, El Idrissi AH, Bernard F, Rodolakis A., 2004. Efficacy of live vaccine 1B in a mouse model against Chlamydophila pecorum isolated from cases of abortion. Vet Microbiol . 99: 295-299.
8. Rekiki A et Rodolakis A., 2004. Diagnostic des avortements infectieux chez les petits ruminants. Le point vétérinaire 243:24-31.
9. Rekiki A, Bouakane A, Bernard F, Hammami S, Rodolakis A., 2003. Effectiveness of vaccine strain 1B against Tunisian field strain of Chlamydophila abortus using mouse model. Rev med Vet. 154: 463-468.
10. Rekiki A, Sidi-Boumedine K, Souriau A, Jemli J, Hammami S, Rodolakis A., 2002. Isolation and characterization of local strains of Chlamydophila abortus (Chlamydia psittaci serotype 1) from Tunisia. Vet Res. 33:215-22.

Comunications

1. Rekiki A, Bodier C, Berri M, Rodolakis A. (2005). Efficacy of vaccines against chlamydiosis an Q fever: bringing-in the murine model, Presented at the 6th international sheep veterinary congress, Crête, Grèce, 17-21 June
2. Berri M, Rekiki A, Rodolakis A. (2005). A rapid single step multiplex PCR assay for the detection of Chlamydophila abortus, Chlamydophila pecorum and Coxiella burnetii, Presented at the International 6th sheep veterinary congress, Crete, Greece, 17-21 Juin
3. Rodolakis A, Bouakane A, Rekiki A. (2004). Efficacy in mouse model, of Chlamydophila abortus vaccine 1B against 3 variants of Chlamydophila abortus and two strains of Chlamydophila pecorum isolated from cases of abortion, p. 343. 5th meeting of the European society for Chlamydia Research. Pauker, Budapest, Hungary.
4. Rekiki A, Efficacité du vaccin Cevac chlamydia sur des souches de Chlamydopahila isolées au Maghreb (2004). International workshop: Maladies abortives des petits ruminants. 28 June, Alger, Algeria.
5. Rodolakis A., Berri M., Rekiki A., (2004). Le point sur le diagnostic et la prévention de la chlamydiose et la fièvre Q. 10éme journées nationales des GTV, 26-28 mai, Tours, France
6. Rekiki A, Bouakane A, Bernard F, Hammami S, Rodolakis A., (2002). Caractérisation moléculaire de souches de Chlamydophila et étude de la protection du vaccin 1B. in 53rd Annual Meeting of the EAAP. Caire, Egypt.
7. Rekiki A, Bouakane A, Bernard F, Hammami S, Rodolakis A,. (2002) Etude de la virulence de souches de Chlamydophila pecorum isolées à partir d'avortements et détermination de l'efficacité de protection du vaccin vivant 1B. in World veterinary congress. Tunis, September 25-29.
8. Rekiki A, Hammami S, Sidi-Boumedine K, Rodolakis A., (2000). Caractérisation génomique de souches de Chlamydia par Amplified Fingerprinting Length Polymorphism in XVII Maghrebin Veterinary Congress. 2000. Alger, Algeria.
9. Tlatli, A, Rekiki A, Souriau A, Ftouh T, Rodolakis A, Hammami S., (1999). Isolation and characterisation of Tunisian goat Chlamydia pecorum strain. in 7 international conference on goat. Tours, France.